مرجع فایل های تخصصی
وبلاگ برای دسترسی هم وطنان به فایل های مورد نیاز آنها در تمامی زمینه های علمی، پزشکی، فنی و مهندسی، علوم پایه، علوم انسانی و ... طراحی گردیده است.مرجع فایل های تخصصی
وبلاگ برای دسترسی هم وطنان به فایل های مورد نیاز آنها در تمامی زمینه های علمی، پزشکی، فنی و مهندسی، علوم پایه، علوم انسانی و ... طراحی گردیده است.دانلود فایل کامل مقاله بررسی گیاه‌شناسی (Story chos huxvomica linn)
| دسته بندی | کشاورزی و زراعت |
| بازدید ها | 0 |
| فرمت فایل | doc |
| حجم فایل | 64 کیلو بایت |
| تعداد صفحات فایل | 19 |
مقاله بررسی گیاه‌شناسی (Story chos huxvomica linn) در 19 صفحه ورد قابل ویرایش
(kuchala)
نام گیاه شناختی: Strychnos huxvomica linn
خانواده: Strychraceae
گونه: Strychnos colubrinal., Strychnes Potatoum
نام بومی: انگلیسی: Nuxvomica، سانسکریت kuchala هنر: kuchalag
این درخت برگ‌ریزه بوده و رشد خوبی در سراسر هنداستوایی دارد. یک پوست باریک خاکستری و برگهای بیضی شکل درخشان دارد. گلها به شکل سایم‌های ترمینالی مرتب شده‌اند و سفید و سبز هستند. میوه‌ها هسته قرمز تلخ دارند - دانه‌ها از کشورهای جنوبی خصوصاً آندراپراوش، تامیل نادو و کرالا جمع‌آوری شده‌اند.
کاربردها: پوست درخت، دانه‌ها، هسته‌ها ارزش دارویی دارد – دانه‌ها منبع داروی nuxvonica هستند که به عنوان داروی تقویتی، محرک و در درمان فلج و اختلالات عصبی استفاده می‌شود – حالت بالقوه سمی درخت Strchnes توسط تمام فرهنگهای قدیمی جهان شناخته و بهره‌برداری شده‌است – متخصصان و پزشکان Ayurwedic از خصوصیات پزشکی این گیاه با فرآوری محصولات آن از طریق Shuddni استفاده کردند، یک روش سم‌زدایی- بنابراین بنابراین ترکیب به عنوان درمان اسهال و اختلالات عصبی استفاده می‌شود – دانه‌ها به آبجو اضافه می‌شوند تا آن را سم‌زدایی کند – چوب نرم بوده و برای کاربردهای کشاورزی، کابینت‌سازی و پانل‌های تزئینی استفاده می‌شود.
آلکالوئیدها از تمام بخشهای درخت گرفته می‌شوند – Sttychnine بیشترین مطالعه را به خود اختصاص داده است – پوست و برگها سم، بروسین، مصنوعی را در بردارند – و نیز سم مصنوعی و بتا کلبرین را شامل می‌شوند – ریشه‌ها 99% آلکالوئید دادند و مقدار سم 0.7% است و بروسین –276% روشهای گوناگون عصاره‌گیری برای افزایش اندش تجاری آلکالوئیدها مورد تحقیق قرار گرفته‌اند – آب پوست تازه برای درمان و با و اسهال‌خونی استفاده می‌شود. پوست خشک شده به عنوان یک جوشانده یا چسب استفاده می‌شود. – یک ضماد ساخته شده از برگها برای زخمهای مزمن استفاده می‌شود. – دانه‌ها در شیر جوشانده شده و به شکل چسب در می‌کنید و برای افراد معتاد در مواد مخدر استفاده می‌شود و به نظر می‌رسد که در درمان اعتیاد هم سودمند باشد -
تمرینات زراعت
تکثیر – رشد آن توسط دانه‌ها است – دانه‌ها در آب به مدت 2 ساعت قبل از قراردادن آنها در کیسه‌های چندتایی، فرو می‌روند – این فرآیند باعث پاک شدن راحت و آسان دانه‌ها می‌شود – قلمستان باید در سایه پراکنده شده‌باشد و آبرسانی باید توسط روش چشم انجام شود – دانه‌ها باید در ماه اکتبر کاشته شوند – وجین کردن باید به طور منظم انجام شود، گیاهان در ماه جولای برای پیوند در مزرعه آماده خواهند بود.
پیوند زدن در مزرعه: در ماه می – ژوئن یک محل جوی 2×2 را حفر کنید – فاصله میان 2 درخت باید 15 باشد – در هفته اول ماه جولای، جویه‌یها باید با kgs 20 فضولات گاو و 5kg. Neem یا برگهای روناس madar پرشده باشند – در طول هفته دوم و یا سوم جولای وقتی 2-1 باران بیاید – گیاه باید به دقت در جوی پس از برداشتن کیسه‌های چندتایی کاشته شود.
آبیاری – سریعاً پس از کاشت گیاه، آبیاری باید انجام شود – آبیاری زیاد باید در فواصل 5-7 روز در مقدار کم انجام شود – گیاه در یک حالت متوسط رشد می‌کند – و به ارتفاع40-30 در یکسال می‌رسد – در مرحله اولیه رشد، گیاه نیازمند حمایت است – پس از 2 سال وقتی که به درخت تبدیل می‌شود، حمایت آن در برابر حیوانات لازم نیست (گله گاو)
درو کردن
گل دهی در جولای – آگوست سال سوم شروع شده و تا اکتبر، میوه‌ها رسیده می‌شوند – در زمان رسیدن، میوه‌ها به خاطر وزن خود روی زمین می‌افتند – ولی با دست هم می‌توان آنها را چید – میوه‌ها باید به 2 تکه شده و خشک شوند – سپس دانه‌ها باید از میوه‌ها جدا شده و قبل از قرار گرفتن در کیسه‌های گونی برای ارسال به بازار برای فروش کاملاً خشک شوند –
محصول – مثل این جدول – از 6 سالگی به بعد، تا 60-50 سالگی، kg8000 دانه در هر 1000 درخت به دست می‌آید – نرخ بازاری دانه‌ها Rs 20.00 تا 60000 برای هر kg است 0 و تا مدت 2 سال سالم می‌ماند –
بازار: دانه‌های آن در دهل، بمبئی، کلکته – در بازار عمده‌فروش به فروش می‌رسد – اینها را می‌توان به داروخانه‌های تولیدکننده دارو فروخت و نیز قابل صادر کردن به کشورهای دیگر از طریق صادرکنندگان است – این درخت است، پس نیازمند نگهداری یا حمایت کمتر است – وقتی درخت کاملاً رشد کرد آبیاری ماهی یکبار لازم است – با کاشتن درختان Strychosuns، در بخشهای زمینهای کاشته‌نشده، در‌آند بیشتری به دست خواهد آمد –
Terminalia arjuna Roxb
مثل این اسامی پدر Devendra، شاه بهشت، مردم عقیده دارند که درخت Arjuna شکل دیگر Pandavamadyama است، قهرمان کبیر جنگ Mahabhrsata – به همین دلیل است که درخت از طرف هندویان با احترام توجه می‌شود – درختان سواحل رودخانه و در خاک‌های مرطوب رشد می‌کنند – در دستنوشته‌های سانکریت، درختان Nadisarjal نام دارند یعنی گیاهان که دوست دارند نزدیک رودخانه رشد کنند – در لاتین نام درخت Terminaliaarjuna است، Terminalia یعنی گلهایی که پشت سرهم دیده شده و arjuna لغت هندی به معنای بدن سفید گرفته شده‌است – چون رنگ چوب مثل arjuna سفید است. نام آن درخت در سراسر قاره هند دیده می‌شود، میانمار، سری‌لانکا و خصوصاً در جنگل‌های برگ‌ریز مرطوب – بخش عمده جنگل‌های برگ‌ریز مرطوب کشور را تشکیل می‌دهد – در ایالات خشک‌تر کشور دیده شده‌است. انواع متنوع خاک‌ها از دشتها تا ارتفاعاات 1500m رشد یافته است – که اکثراً در سواحل رودخانه‌ها، جویبارها و نهرهایی دیده می‌شود که رطوبت عامل محدودکننده نیست – برگهای درخت خود به خود می‌ریزد اما هرگز، کاملاً بدون برگ دیده نشده‌اند – یک درخت بزرگ همیشه سبز با تنه مستحکم و تاج پهن است – پوست درخت صاف، خاکستری در بخش بیرونی و گوشت رنگی در داخل است و پوست تکه‌ها کنده می‌شود – برگها، ساده، در جهت مخالف، مستطیل یا بیضی شکل، چرمی coriaceous، کنگره‌ای crenulate و در بالا تیره رنگ، و در زیر قهوه‌ای کمرنگ است، اغلب پهلوهای ناهماهنگ و مشبک دارد.
گلها در خوشه افشان panicle یا سنبله spike سفید هستند – هسته میوه‌ها مستطیل با 5-7 کوتاه، زوایای محکم یا بالها هستند، خطوط روی بالها اریب و به طرف بالا منحنی ایست ریشه‌ها کم و بیش سطحی هستند – دانه‌ها 5 به 7 بخش هستند جوانه زدن، قطعات گل واقع در بالای تخمدان epigunors است و قدرت جوانه زدن کم است – فصل گل دادن از آوریل است و تنظیم دانه‌ها از ماه ژوئن است – بلوغ و رسیده شدن دانه‌ها فقط در اکتبر – نوامبر است – اگر مجموعه قبل از رسیدن دانه‌ها انجام شود، جوانه نخواهند زد – دانه یک شفت و هر 1 کیلوگرم دانه، 200 – 235 دانه دارد – اندازه آن در هر درخت متفاوت است.
میان‌بر mesocarp گوشتی، برای پرندگان، میمونها، خرس وحشی و سنجابها و غیره در جنگل‌ها خوردنی است-
از طریق دانه‌ها تکثیر می‌یابد – درصد جوانه‌زدن حداکثر 80 درصد است – یک کیلوگرم حاوی حدود 12000 دانه است جونه‌دهی از 45-40 روز پس از کاشتن شروع می‌شود و مقدار قابل توجه آبیاری برای جوانه دهی خوب لازم است – اگر سایه و رطوبت باشد. اکثر دانه‌های بالغ جوانه می‌زنند – به طور کل، جوانه‌های زیادی وجود دارند که به طور عادی، در یک درخت T. bellerica تکثیر می‌شوند – جوانه‌دهی ماده زیر hypogynous است – تکثیر طبیعی اغلب مورد حمله بوده توسط حیوانات و دانه‌ها توسط جوندگان خورده می‌شوند – حشرات می‌توانند به دانه آسیب‌بزنند اگر در میان‌بر mesocarp گوشتی قرار بگیرند – تنه‌های درخت خوب است – و رشد آن سریع است – برای تکثیر مصنوعی، دانه‌ها بهترین منبع هستند. قلمستان در ماه مارس – آوریل آماده می‌شود، بسترهای قلمستان، تهیه شده و دانه‌های تازه خشک شده جمع‌آوری شده و یک شب در آب می‌مانند-
در آب فرو کردن و خشک‌کردن دانه‌ها هم به افزایش درصد جوانه‌زدن کمک می کند دانه‌های عمل‌آمده روی بستر پخش می‌شوند با یک لایه سنگ یا خاک و در خاک با استفاده از انگشت فرو می‌روند – هل دادن با استفاده از یک اهرم چوبی و برای فشاردادن دانه‌ها در عمق خاک پیشنهاد می‌شود بسترهای دانه باید روزانه به خوبی آبیاری شوند –
پیوند زدن در بیرون: پیوند زدن جوانه‌ها به کیسه‌های چندتایی در هوای مرطوب انجام می‌شود ریشه راست شاید آنقدر بلند باشد که کشیدن آن به بیرون انجام شود اگر سن جوانه‌ها بیشتر از یکسالی باشد. جوانه‌ها در محل کاشته می‌شوند در زمانی که یکساله باشند – واین کار در فصل بارانی انجام می‌شود – بخشهای گودالی cm3 30 تهیه شده و با مخلوط فضولات گاو و خاک قبل از کاشتن پر می‌شود.
مطالعات نشان داده‌اند که جوانه زدن بیشتر در دانه‌های با اندازه متوسط (%69) انجام می‌شود – برای مسیرهای جاده‌ای، مخازن یا گیاهان سبدی، یک به یک و جوانه‌های یکساله در گودال cm360 و با فضاهای با فاصله6-8 m کاشته شده‌اند – در برخی نواحی کاشت کنده درخت به اندازه کل کاشت موفق است – کنده‌ها از گیاهان 15-12 ماهه تهیه شده و در ماه جولای – آگوست پس از بارش باران در گودال‌های cm330 یا حفره‌های دیلم کاشته می‌شوند –
بیماری و مدیریت
سایه و خشکی شدید، در طول مرحله قطب باید حذف شود – میوه‌ها را نمی‌توان با میان‌بر mesocrap گوشتی ذخیره کرد چون قارچ و حشرات را جذب می‌کنند – دانه‌ه ای دوباره پیوندزده شده، شسته شده و برای ذخیره دانه، در آفتاب خشک می‌شوند – دانه‌ها در کیسه‌های گونی نگهداری شده تا هر گونه گوشت اضافی روی آنها از بین برود-
بیماری آفت – حشرات تغذیه کننده از برگ، آسیب‌جدی را به درخت نمی‌رسانند بیماری قارچی Puccinia terminaliae زخمهای چوبی کروی را روی شاخه‌های و برگها موجب می‌شوند – کپک پودری روی برگهای پیرتر حاصل Phyllactiniaterminalial است که تولید کننده لاک‌هایی در اطراف نواحی بافت مرده necrotic روی سطح برگ بالاتر می‌باشد – Frobineac , Fomes fastuosus باعث پوسیدگی مغز گیاه می‌شود-
Terminalia Chebula Retz
بومی هندوستان است و در سراسر جنگل‌های برگ‌ریز مرطوب و خشک هند دیده می‌شود و حداکثر تا 1500 متر از کشور را به خود اختصاص داده‌است. یک درخت برگ‌ریز متوسط تا بزرگ با یک تنه و بدنه تمیز کوتاه و یک تاج گرد و مدور است. پوست درخت قهوه‌ای تیره است و به طور طولی شکاف‌دار شده‌است –برگها سبز‌تیره هستند و تقریباً مخالف هم در جوانی، برگها پرزهای نرم شفاف دارند – خوشه‌ها پیوسته هستند – گلها کوچک، و سفید رنگ می‌باشند – میوه‌ای که شفت است شیارهای بی‌کرک و صاف olabrus، بیضی شکل و نامنظم بالا لبه دارد – ریزش برگ در فوریه – مارس است – و گل آن در مارس – می و با جریان و شکل تازه رشد می‌کند – میوه‌ها در نوامبر رسیده شده و میوه هایی با دیواره سخت محکم هستند – و با رسیدن، می‌افتند – جوانه زدن بسیار کم است – دانه‌ها محکم بوده و یک رنگ زرد کمرنگ دارند – دانه‌ها تا 12 ماه شکل ثابت دارند – درخت تا 30 سال به اندازه کامل خود می‌رسد
اعتماد شما سرمایه ما
دانلود فایل کامل پاورپوینت باغ شاهزاده یا باغ شازده
| دسته بندی | معماری |
| بازدید ها | 0 |
| فرمت فایل | docx |
| حجم فایل | 6898 کیلو بایت |
| تعداد صفحات فایل | 21 |
پاورپوینت باغ شاهزاده یا باغ شازده
باغ شاهزاده یا باغ شازده یکی از زیباترین باغهای تاریخی ایران محسوب می‌شود. این باغ در حدود ۲ کیلومتری شهر ماهان و حوالی شهر کرمان و در دامنه کوه‌های تیگران واقع شده و مربوط به اواخر دوره قاجاریه می‌باشد. این باغ با مختصات جغرافیایی۳۰ درجه و ۱ دقیقه عرض شمالی و ۵۷ درجه و ۱۷ دقیقه طول شرقی می‌باشد. ارتفاع این منطقه از سطح دریای آزاد ۲۰۲۰ متر است. این باغ مساحتی قریب به ۵/۵ هکتار دارد. دو مجموعه شرقی و غربی دارد. کوشک یا همان عمارت‌های آن بسیار زیباست و به صورت دو آشکوبه ساخته شده‌است و سر در آن از معماری خیلی زیبایی برخوردار است که آن را از سایر باغهای ایرانی متمایز و ممتاز می‌سازد. فواره‌های آن چشم هر بیننده‌ای را نوازش می‌دهد. این فواره‌ها که در طول باغ قرار دارند زیباترین فواره باغهای ایرانی هستند. زیرا سایر باغهای ایرانی کمتر فواره داشته‌اند و یا اگر داشته‌اند به این زیبایی نبوده‌اند. فواره‌های زیبای باغ شاهزاده بر اساس اختلاف ارتفاع و نه هیچ نیروی دیگری فعال هستند که این خود دلیلی بر هوش و ذکاوت مردمان کرمان زمین است. طول باغ شاهزاده کرمان ۴۰۷متر و عرض آن ۱۲۲ متر است. و بزرگترین و زیباترین باغ تاریخی ایرانی محسوب می‌شود. این باغ همه ساله و به ویژه در فصل تابستان و بهار شاهد بازدید تعداد بیشماری از گردشگران از نقاط مختلف کشور است که این باغ دیدنی و دلفریب را برای تماشا انتخاب می‌کنند واقع شدن منطقه در مسیر عبوری کرمان به بم و در مسیر جاده کهن ابریشم از عواملی است که این محل را برای احداث یک باغ اشرافی مناسب می ساخته است. باغ شاهزاده به گونه‌ای استقرار یافته که حداکثر استفاده از مناظر بدیع داخلی را به صورت زیر امکان پذیر می‌سازد: در بدو ورود، به ویژه در طبقه فوقانی سردر خانه به غیر از دیدها و مناظر بیرونی باغ، منظره چهارباغ و در جهت عکس آن منظره کوه را امکان پذیر می‌سازد. این مناظر عمده یعنی رؤیت حرکت آب، حوض ها و آبشارها هرکدام به نوبه خود تأکیدی بر محورهای عمود بر محور اصلی دارند و توأم با نظام گیاهی مناظر بدیع داخلی را ارائه می‌دهند.پاورپوینت باغ شاهزاده ماهان
این باغ ابتدا به دستور محمد حسن خان سردار ایروانی حاکم وقت کرمان ساخته شد و بنای درون آن بعداً توسط عبدالحمید میرزا ناصرالدوله حاکم کرمان طی یازده سال حکمرانی وی (۱۲۹۸ ه . ق تا ۱۳۰۹ ه. ق) ساخته شد و با مرگ وی نیز بنای آن نیمه تمام رها شد. گفته می‌شود وقتی خبر مرگ ناگهانی حاکم را به ماهان می‌برند، بنّایی که مشغول تکمیل سردر ساختمان بود تغار گچی را که در دست داشته محکم به دیوار کوبیده و کار را رها کرده و فرار نموده است. به همین علت جاهای خالی کاشی‌ها را بر سردر ورودی می‌توان دید. تاریخ بنای باغ ۱۲۷۶خورشیدی است.پاورپوینت باغ شاهزاده ماهان
اعتماد شما سرمایه ما
دانلود فایل کامل مقاله بررسی نحوه تولید و سم‌زدایی آفلاترکیسن
| دسته بندی | کشاورزی و زراعت |
| بازدید ها | 0 |
| فرمت فایل | doc |
| حجم فایل | 53 کیلو بایت |
| تعداد صفحات فایل | 40 |
مقاله بررسی نحوه تولید و سم‌زدایی آفلاترکیسن در 40 صفحه ورد قابل ویرایش
مقدمه
آفلاتوکسین‌ها گروهی از مایکوتوکسین‌ها با قدرت سرطان‌زایی، جهش‌زایی و کاهش کارآیی سیستم ایمنی، می‌باشند (Eatan &Gallagher , 1294; IARC , 1993) آنها از متابولیتهای ثانویه سنتز شده توسط سویه های سم‌زای ASpergillus flavus , Aspergillus parasiticvs و Aspergillus nomius می‌باشند. آفلاتوکسین B1 با توجه به پتانسیل بالاتری که دارد، بیشتر مورد توجه قرار دارد. رشد قارچهای مولد سم وآلوده شدن به آفلاتوکسین در بسیاری از محصولات غذایی دیده می‌شود (Wood , 1989). در صورت مصرف غذاهای آلوده به سموم آفلاتوکسین B1 و B2، این سموم به‌آفلاتوکسین‌های M1 و M2 متابولیزه می‌شوند و به درون بافت‌هاومایعات بیولوژیکی و شیر حیوانات شیرده ترشح می‌شوند (Zarba etal , 1992).
سویه‌های گونه‌های Bifidiobacterium , Lactobacillus , Lactococcus در تولید محصولات شیری تخمیری به عنوان استارتر کالچر و تولید کننده طعم و بو، به کار می‌روند نقش اصلی این کشت‌ها تولید اسیدهای آلی مثل اسیدلاکتیک در طی مراحل تخمیر است که سبب افزایش عمر قفسه‌ای محصولات می‌شود و هم محتویات حساس آنها را تغییر می‌دهد.
اگر شیر به آفلاتوکسین آلوده باشد، احتمال تخریب مرحله تخمیر و تولید ترکیباتی با بوی تغییر یافته و ناخواسته را در محصول ایجاد می‌کند (Sutic & Banina , 1990).
اخیراً EL – Nezami و همکارانش (1996 , 1998) گزارشاتی ارائه داده‌اند مبنی بر وجود سویه‌های خاص لاکتوباسیل که توانسته‌اند آفلاتوکسین‌ها را از محلول آبی جداکنند. به علاوه سویه‌های خاصی از باکتری‌های اسید لاکتیک، توانسته‌اند آفلاتوکسین M1 را از شیر آلوده هم جداکنند (Pierides etal . ;2000). جداسازی آفلاتوکسین در نتیجه اتصال فیزیکی سم به دیواره سلولی یا ترکیبات دیواره سلولی است (Haskard et al. 2000 ; EL- Nezami et al. 1998 b).
همچنین جداسازی بعضی متابولیتهای ضدقارچی مثل دی‌پپتیهدهای حلقوی و فنیل‌لاکتیک اسید و اسیدهای چرب هیدورکسیله شده از باکتری‌های اسیدلاکتیک، توانایی این گونه‌ها در بازدارندگی رشد قارچهای فاسد کننده مواد غذایی و مواد سم‌آفلاتوکسین را نشان می‌دهد.
آفلاتوکسین در ذرت
متابولیتهای سمی تولید شده توسط قارچها، که به عنوان مایکوتوکسین شناخته می‌شوند، در طی چند سال اخیر بسیار مورد توجه واقع شده‌اند. مایکوتوکسین‌ها امروزه به عنوان تهدید کننده‌های سلامتی در حیوانات شناخته شده‌اند که بیماری‌هایی مثل equine leukoencephalo malaci در اسب‌ها و Porcine edema را در خوک‌ها ایجاد می‌کنند. کاهش وزن، کاهش باروری و کاهش مقاومت در برابر بیماریها و حتی مرگ را به مایکوتوکسین نسبت داده‌اند. هیچ حیوانی نسبت به آنها مقاوم نیست ولی به طور کلی حیوانات پیرتر مقاوم‌تر از حیوانات جوان هستند. بعضی مایکوتوکسین‌ها، مثل آفلاتوکسین در سلامتی‌اشان هم مخاطراتی را ایجاد می‌کنند. این مایکوتوکسین به عنوان یک موتاژن شناخته شده است. شناسایی آفلاتوکسین در ذرت می‌تواند باعث کاهش قیمت آن جهت بذر و یا حتی معدوم ساختن آن شود. آلودگی با مایکوتوکسین ها ارتباط مستقیم با تاثیرات جوی دارد.
قارچ Aspergillus Flavus تولید کننده آفلاتوکسین در محصولاتی مثل ذرت، پنبه‌دانه و بادام زمینی است. قارچ به طور معمول در طبیعت وجود دارد، اما مقدار آن در هوای گرم و خشک افزایش می‌یابد. آلودگی آفلاتوکسین در ذرت‌هایی بیشتر است که تحت شرایط استرس تولید شده‌اند. بنابراین، خشکی، گرما، حشرات، کرم‌ها و استرس ناشی از بارورکنندگی همگی منجر به ایجاد مقادیر بالای آفلاتوکسین در گیاه می‌شوند. تلاش برای ایجاد هیبریدهای ذرتی که به آلودگی قارچی مقاوم باشند و سم را در خود انباشته نکنند، وجود دارد، با وجود این هیبریدها بسیار مقاوم هستند ولی از تجمع سم به طور کلی نمی توان جلوگیری کرد. با کاهش استرس و مراقبت از حمله حشرات می‌توان در مقدار آفلاتوکسین کاهش ایجاد کرد (CAST , 1999) .
دمای Fْ100-80 و رطوبت نسبی %85 (% 20-18 رطوبت در دانه‌ها وجود دارد) شرایطی بهینه برای تولید سم و رشد قارچ است.
از طرف دیگر مصرف این محصولات به عنوان خوراک دام می‌تواند سبب ایجاد انواع دیگری از آفلاتوکسین‌ها (M1 , M2) در شیر حیوانات شود. آلودگی ذرت به عنوان غذای دام و طیور و نیز ماده اولیه جهت فراهم کردن انواع گسترده‌ای از مواد غذایی و تنقلات، دارای اهمیت ویژه‌ای است و کاهش آفلاتوکسین به روشهای مختلف ضروری می‌باشد.
محصولات کشاورزی مثل ذرت، علوفه، بنشن، گندم و یونجه را می‌توان با سیلوکردن نگاهداری کرد. در بسیاری از کشورها محصولات سیلویی دارای ارزش غذایی بالاتری به خصوص برای دام‌ها می‌باشند. در کشورهای اروپایی مثل هلند، آلمان و دانمارک بیش از %90 محصولات تولیدی در سیلوها نگاهداری می‌شوند. حتی در کشورهایی با شرایط عمومی آب وهوایی مناسب جهت خشک کردن مثل فرانسه و ایتالیا، حدود %50 از محصولات خود را در سیلوها نگاهداری می کنند. (wilkson et al.1996) . جهت تولید سیلویی با کیفیت بالا نیاز به مراحل تخمیر میکروبی مناسب وجود دارد. میکروارگانیسم‌های دخیل در مراحل تخمیر سیلوها، علاوه بر افزایش کیفیت غذایی محصول، قادر خواهند بود تا از رشد میکروارگانیسم‌های بیماری‌زا و همچنین قارچهای مولد توکسین، جلوگیری کنند.
از آنجاییکه سیلوکردن محصولات بر پایه تخمیرهای متنوع اسید لاکتیکی تحت شرایط بی‌هوازی است، به کار بردن سویه‌های باکتریایی تولیدکننده اسیدلاکتیک که در سم‌زدایی و کاهش تولید آفلاتوکسین مؤثر هستند، منطقی‌تر به نظر می‌رسد. باکتری‌های اسیدلاکتیک محیطی و ساپروفیت موجود در محصولات، کربوهیدارتهای محلول در آب (WSC) موجود در محصولات را به اسیدلاکتیک و نیز مقدار کمی اسیداستیک تخمیر می‌کنند. بر اثر تولید این اسیدها، PH مواد سیلو شده پایین آمده و رشد میکروارگانیسم‌های فاسدکننده، باز داشته می‌شود. باکتری‌های اسیدلاکتیکی که عمدتاً در سیلوها یافت می‌شوند. اعضای جنسی‌های لاکتوبا سیلوس، پدیوکوکوس، لوکونوستوک، انتروکوکوس، لاکتوکوکوس و استرپتوکوکوس می‌باشند. اکثر باکتری‌های اسیدلاکتیک موجود در سیلوها، مزوفیل‌اند، یعنی در دمای بین Cْ50-5 رشد می‌کنند که دمای بهینه رشد آنها بین Cْ40-25 می‌باشد. آنها PH سیلو را تا 5-4 پایین می‌آورند که این به گونه و شرایط محصول بستگی دارد.
همه باکتری‌های اسیدلاکتیکی هوازی های اختیاری اند اما بعضی شرایط بی‌هوازی را ترجیح می‌دهند (Holzapfel and schillinger , 1992; Teuber et al. 1992) . جمعیت LAB در فاصله بین دروکردن و سیلو کردن محصول افزایش می‌یابد، که این بر اثر احیاء حالت‌های تاخیری است و نه اضافه کردن مصنوعی و تلقیح میکروارگانیسم. محتوای قندی و ترکیبات قندی موجود در محصول و مقدار ماده خشک و شرایط اسیدی و اسمزی موجود در سیلو، بر رشد و رقابت باکتری‌های اسید لاکتیک در تخمیر سیلویی تأثیر می‌گذارند. فاز تخمیری سیلوها در زمانیکه شرایط سیلو بی‌هوازی شود، آغاز می شود که این عمل معمولاً بعد از چند ساعت از سیلوکردن که اکسیژن اتمسفری موجود در اعضای گیاه و فواصل محصول خارج شد، آغاز می‌شود و بسته به نوع محصول سیلو شده و شرایط سیلو، برای چند روز تا چند هفته ادامه پیدا می‌کند. در این فاز، لاکتو باسیل‌ها میکروارگانیسم‌های غالب سیلو هستند و PH سیلو را با توجه به عمل تخمیر خود بین 5-8/3 پایین می‌آورند.
در فاز سوم که فاز ثابت می‌باشد که در صورت عدم دخول هوا به داخل سیلو، در بعضی مواقع به وجود می‌آید. در این حالت اکثر میکروارگانیسم‌های فاز تخمیری کاهش پیدا می‌کنند و تنها بعضی باکتری‌های مقاوم به اسید که قادر به تولید پروتئازها و کربوهیدراتازهای مقاوم به اسید هستند، مثل lactobacillus buchneri در مقادیر کم قادر به رشد خواهند بود.
در فاز چهارم که به محض قرار گرفتن سیلو در برابر هوا آغاز می‌شود، اسید آلی نگاهدارنده تولید شده توسط مخمرها و گاهی نیز باکتری‌های اسید استیک تخریب می‌شوند و درنتیجه PH بالا می‌رود و در مرحله بعد میکروارگانیسم‌های فاسد کننده شروع به فعالیت می‌کنند و قارچهای تولیدکننده توکسین مثل آسپرژیلوس فلاووس در این مرحله شروع به رشد و تولید سم می‌کنند (Nout et al, 1993) .
به نظر می‌رسد که نگاهداری سیلو در فازهای 2 و 3 با استفاده از افزودنیها و کاهش اکسیژن در هنگام سیلوکردن محصول، باعث جلوگیری از فساد قارچی و تولید سم خواهد شد.(Ste Fanie J. W. H. Oude Elferin Ketae. 2000) .
خصوصیات بیولوژیکی و مورفولوژیکی Aspergillus Flavus
آسپرژیلوس فلاووس متعلق به جنس آسپرژیلوس است که دومین گونه متداول بعد از آسپرژیلوس فومیگاتوس می‌باشد. کلنی‌های A. flavus سریع رشد می‌کنند و قطر کلنی آنها به cm 7-6 در 14-10 روز می‌رسد. رنگ کلنی در ابتدا زرد است و سپس به زرد متمایل به سبز یا سبز زیتونی تبدیل می‌شود. کلنی‌های قدیمی سبز تیره می‌شوند. شکل کلنی‌ها صاف است و بعضی دارای چروک‌های شعاعی‌اند. پشت کلنی بدون رنگ و یا به رنگ کرم است. محیط افتراقی، A. flavus , parasiticus آگار (AFPB) است که برای غربالگری و شناسایی گونه‌های A. flavus طراحی شده است. I- Pitt , A.D.Hocking , 1985; H.Govrama , L.B.Bullerman ,1995 A.parasiticus , A. Flavas در این محیط با تولید اسپورهای تیپیک زرد تا سبز زیتونی و پشت کلنی نارنجی روشن، متمایز می‌شوند. (K. B. Raper, (D.I.Fennell,1965) . جزئیات بیشتر را می توان زیر میکروسکوپ الکترونی اسکنینک (SEM) دید: کنیدیوسپورها بلند هستند ( 800 -400) و اغلب ظاهری سخت درست در کنار وزیکول‌های کروی دارد (253-24). فیلایدها به شکل پیرامونی بلند شده‌اند و در دو ردیف قرار دارند و بعضی اوقات تک ردیفی هستند؛ شکل سرهای کنیدیال از ستونی تا شعاعی و کروی متغیر است؛ طرز قرارگیری فیلایدها بر روی وزیکول شکل سرکنیدیال را تعیین می‌کند. قطر آنها بین 65 -10 متغیر است (J.I.PiH & A.D.Hocking 1985) کنیدی‌ها از جدایی‌های A. flavus صاف تا کمی خشن هستند، در حالیکه کنیدی‌ها از A. Parasiticus خشن هستند. گونه‌های خاصی تولید اسکلروتیای قهوه‌ای می‌کنند.
گونه‌های آسپرژیلوس فلاووس در خاک وجود دارند و طیف وسیعی از محصولات کشاورزی را در مزرعه محل‌های نگهداری و نیز در طی فرآوری و توزیع آلوده می‌کنند. Aspergillus Flavus زیرگونه A. bombycis , A.tamarii, A. nomius, Parasiticus تنها قارچهایی هستند که تولید آفلاتوکسین در آنها نشان داده شده است (C. P.Kurtmon, 1987 S. W. peterson, Y.Ito, B.W.Horn, T.Go to 2001; C.W.Hesseltin, B.W.Horn ).
سویه های آسپرژیلوس فلاووس دارای انواع غیرسم‌زا و تولید کننده‌های آفلاتوکسین (B1 , B2, ) می‌باشد که در این بین A. Flavus زیرگونه پارازیتیکوس، آفلاتوکسین‌های B1, B2, G1, G2. (AFG2, AFG1,AFB1, AFB2 ) را تولید می‌کند و جدایی‌های غیرسم‌زایی که آفلاتوکسین تولید نمی‌کنند در طبیعت نادر است (Du sanee Thanaboripat, Yang Qian, Lliu Ruigian, 2001)
تولید آفلاتوکسین
تخمین غلظت باکتریایی.
جهت تعیین مقدار مشخصی از باکتری مورد نظر، ازمقایسه نمونه ها با شاهد مک فارلند استفاده کردیم. برای به دست آوردن تعداد تقریبی 109*9 باکتری درهر میلی لیتر، درهرلوله 3ml ازمحیط کشت مایع MRS را ریختیم تا کدورتی مشابه کدورت مک فارلند 10 پیدا کند(جذب نمونه ها در 600nm خوانده شده) بعد از تطبیق OD نمونه ها با شاهد مک فارلند، نمونه ها سانتریفوژ شده ، محیط کشت MRS دورریخته شد و حدود 3ml محلول فسفات با فرسالین (PBS) با PH 7/23 ریخته شد و بعد از یکنواخت کردن سوسپانسیون باکتری در PBS مجدداً عمل سانتریفوژ (به مدت 12min بادور 2500-3000 rpm) صورت گرفت و مایع رویی دورریخته شد. این مرحله رادوبار تکرار کردیم و بدین ترتیب هیچ محیط کشتی درسوسپانسیون باکتریایی باقی نماند و رسوب باکتریایی که درانتها به دست آمد را برای اضافه کردن محلول آفلاتوکسین کنار میگذاریم (k.peltonen,w.El.nezami,2001).
تعیین منحنی رشد باکتری
دراین مرحله به دلیل مقایسه جذب آفلاتوکسین توسط لاکتوباسیلوس درفازهای رشد و سکون و مرگ، منحنی رشد باکتری را تعیین کردیم. بدین منظور، ازسوسپانسیون باکتریایی را به محیط کشت MRS مایع تلقیح کردیم و درفواصل زمانی 2h مقدارOO را درطول موج 600 nm خواندیم . درنهایت منحنی رشد باکتری را براساس مقدار جذب به زمان رسم کردیم و مراحل فاز رشد و سکون تعیین شد.
برای بررسی مقدار کاهش آفلاتوکسین درحالت مرگ باکتری، سوسپانسیون باکتری مقایسه شده با 10 مک فارلند را اتوکلاو کردیم، تا باکتری ها کاملاً ازبین بروند، سپس سانتریوفوژ کرده و به رسوب باکتریایی محلول آفلاتوکسین اضافه کردیم.
همچنین جهت بررسی میزان رشد یا عدم رشد سویه باکتری بهینه درمحلول آفلاتوکسین مورد آزمایش و نیز PBS به تنهایی، درطول مدت 120h مقدار جذب محلول رادرطول موج 600 nm خواندیم و روند رشد باکتری رادراین محلول ها بررسی کردیم.
تعیین میزان کاهش آفلاتوکسین
(Sigma,st.louis,Mo.)AFB1 درمتانول حل شد و غلظت آن را با خواندن جذب آن به وسیله اسپکتروفوتومتری (unicam 5625 uv/vis) درطول موج 365 nm (4 = 21500 M-1cm-1) و نیز معادله lamber-beer به دست آوردیم وبرای تهیه 25ml محلول آفلاتوکسین 5ppm، 11/3 ml ازمحلول را در evaporator گذاشتیم و متانول آن را تبخیر کردیم و سپس به وسیله PBS به حجم رساندیم و بدین ترتیب، محلول آفلاتوکسین باغلظت (gr/ml) 5ppmبه دست آوردیم. از این محلول 5ppm ، محلولهای دیگری با غلظت های 1000ppb (ngr/ml)و500و400و200و100و50 جهت مقایسه اثر کاهش درغلظتهای مختلف ونیز کالبراسیون دستگاه HPLC تهیه کردیم.
؟
به رسوبات باکتری تهیه شده درمرحله قبل، 1/5 ml ازمحلول آفلاتوکسppm)B1 5/0)اضافه کردیم و درمدت زمانهای مختلف دردمای Cْ37 گرماگذاری کردیم. برای هر سویه باکتریایی، یک شاهد باکتریایی (باکتری تلقیح شده در PBS) و یک شاهد AFB1 (5/0 آفلاتوکسین B1 در PBS) گذاشتیم (k.peltanen,H.EL.Nezamie,2001)
درهر مرحله زمانی، جهت بررسی مقدار AFB1 کاهش نیافته، بعد از سانتریوفوژ کردن محلول ها و رسوب دادن باکتریها 100 ,(2500-3000 rpm,12min) از فاز مایع راجهت بررسی برمی داریم. زمان گرماگذاری تا 90 h ادامه یافت و درمقاطع زمانی 1,24,48,90 h ازمایع رویی محلول باکتری و AFB1 برداشت شد. کلیه بررسی‌ها سه تکرار داشتند.
اثر شستشو بربازگشت آفلاتوکسین کاهش یافته
بعد از اتمام دوره گرماگذاری و برداشتن 100 مایع رویی محلول درمقاطع زمانی مختلف، درانتهای 90h، مایع رویی دور ریخته شده و رسوب باکتریایی به وسیله 2ml محلول PBS شسته می شود. بدین صورت که بعد از اضافه کردن PBS و یکنواخت کردن سوسپانسیون، آن را به مدت 10min دردمای Cْ37 گرماگذاری کردیم و سپس مجدداً سوسپانسیون را سانتریوفوژ کردیم و 100 ازمایع رویی را برای سنجش میزان آفلاتوکسین آزاد شده بررسی کردیم. این عمل را سه بار تکرار کردیم و بعد از هر بار شستشو مقدار آفلاتوکسین آزاد شده را بررسی کردیم.
(Carolyn A.Haskard et al,2001;K.Peltonen,W.EI.Nezami,2001)
تعیین مقدار AEB1 باقی مانده درمایع رویی نمونه ها
مایع رویی نمونه ها به وسیله دستگاه HPLC برای تعیین میزان AFB1 کاهش یافته توسط باکتری مورد نظر با استفاده از این فرمول محاسبه شد(K.Peltonen et al,2001)
؟
ازاین شاهد AFB1 برای تعیین میزان AFB1 آزاد شده پس از شستشو هم استفاده شد.
HPLC
جهت تعیین میزان آفلاتوکسین از روش HPLC فاز معکوس بدون روش استخراج، استفاده شد (EL-Nezami et al,1998a). سیستم HPL3 (Cat No.CTS-03525) (Serial.No.880-06, Lot.No.26/275 شامل یک سیستم انتقال دهنده فاز سیال دو پمپی ، دتکتور UV و یک ستون ODS spheri-5 C18 با ابعاد 2504/6mm بود. حجم نمونه تزریقی معادل 70 بودوفاز سیال عبارت بود از :آب مقطر/متانول/استونیتریل ;vol/vol/vol) 58/21/21)که دارای Flow rate یاسرعت جریان 1/25ml/min بود. طول موج دتکتور UV برروی 365nm تنظیم شده بود.
ابتدا به وسیله هفت محلول استاندارد آفلاتوکسین B1 تهیه شده درمراحل قبل ، منحنی کالیبراسیون دستگاه تهیه شد .
(Kalantri, H, zandamoghadam A,Ahvaz-Iran;A.manda,B.P.Naidu,Nageswara Rao C.2004)
سویه های قارچی و شرایط کشت
جدایی آسپرژیلوس فلاووس توکسین‌زا (MAS 915 ;473.5 ppb) ازموسسه دفع آفات و بیماریهای گیاهی، بخش مایکوتوکسین، تهیه شد. یک کشت Slant ازآن تهیه شد(برروی Potato Dextrose Agav,PDA) به مدت یک هفته دردمای Cْ30 نگهداری شد. برای شمارش تعداد اسپورها، PBS 5ml به درون لوله ریخته شد و بعد ازشستشوی کامل، سوسپانسیون حاوی اسپورهای قارچی به لوله استریلی که حاوی 50 توئین 80 استریل شده بود، انتقال داده شد. سپس 50 از سوسپانسیون حاصل را برروی لام نئو بارگذاشتیم و تعداد اسپورها راشمارش کردیم. کل تعداد اسپورها را به 400تقسیم کردیم تا دراین صورت مقدار اسپور موجود درهر مربع کوچک را بیابیم، سپس از آنجاییکه این تعداد درحجم 1/4000,000ml هر مربع می باشد باید رقم حاصل رادر 4000,000 ضرب بکنیم و بدین گونه، تعداد اسپورها را هرمیلی لیتر محاسبه کردیم. جهت تهیه 103 و 106اسپور، رقتهای متوالی تهیه کردیم، تا به تعداد مورد نظر برسیم.
(jesper magnusson, Johan schnurer, 2000, katrin strom, Jorgen sjogren, 2002)
اعتماد شما سرمایه ما
دانلود فایل کامل مقاله بررسی میزان آدنوزین تری فسفات در اسپرم مولدین ماهی کفال در شرایط مختلف
| دسته بندی | شیلات |
| بازدید ها | 2 |
| فرمت فایل | doc |
| حجم فایل | 365 کیلو بایت |
| تعداد صفحات فایل | 22 |
مقاله بررسی میزان آدنوزین تری فسفات در اسپرم مولدین ماهی کفال در شرایط مختلف در 22 صفحه ورد قابل ویرایش
چکیده:
کفال ماهیان دریای خزر یکی از مهمترین ماهیان شیلا تی این دریا می باشند که امروزه اکثریت صید ماهیان دریای مذکور به خود اختصاص داده اند.: هدف از این تحقیق بررسی میزان ATP اسپرم ماهی کفال طلایی[1] در شرایط زمانی، دمایی و تداوم بخش[2]های مختلف بوده است.: بدین منظور میزان ATP اسپرم های:
1) نمونه های تازه در دماهای مختلف 10-12 درجه و 18-20 درجه سانتی گراد،
2) نمونه های نگهداری شده در دماهای مختلف4 (درجه و دمای اتاق) به مدت شش ساعت،
3) نمونه های نگهداری شده در ( تداوم بخش های مختلف ( گلیسرول، محلول نمک 7/0 %، محلول نمک 65/0%) به مدت 5 و 10 روز، به روش فوق حساس بیو- لومینوسانس اندازه گیری گردید.
بر اساس آزمایش های انجام شده در این تحقیق غلظت ATP اسپرم های تازه نمونه گیری شده در دمای 10 تا 12 درجه سانتیگراد 22/7 ±04/74% غلظت ATP اسپرم های تازه نمونه گیری شده در دمای 18 تا 20 درجه بود. اسپرم های نگهداری شده در دمای 4 درجه و دمای آزمایشگاه به مدت 6 ساعت به ترتیب 91/0 ±26/90% و 49/1 ±17/17% ATP خود را حفظ کردند.
نگهداری اسپرم در تداوم بخش های مختلف( گلیسرول، محلول نمک 7/0 %، محلول نمک 65/0% ) به مدت 5 روز نشان داد که گلیسرول و محلول نمک 65/0% درصد بالاتری از ATP را نسبت به محلول نمک 7/0% حفظ کردند و نگهداری اسپرم در همان تداوم بخش ها به مدت 10 روز نشان داد که گلیسرول درصد بالاتری از ATP را نسبت به محلول نمک 7/0% و 65/0% حفظ کرد.
براساس نتایج بدست آمده برای حفظ میزان ATP اسپرم ماهی کفال طلایی نمونه گیری در دمای 18-20 درجه و نگهداری در گلیسرول توصیه می شود.
واژگان کلیدی: اسپرم، ماهی کفال طلایی، ATP،
مقدمه:
اسپرم به عنوان یک عامل مهم تولید مثل، بقاء و تداوم نسل است. بررسی اسپرم از نظر پارامترهایی چون توانایی تلقیح، تحرک، درصد اسپرم های متحرک، سرعت حرکت، فرکانس ضربه تاژکی، میزان ATP و فاکتورهای شیمیایی و بیو شیمیایی، در تشخیص کیفیت اسپرم و کنترل روند تولید مثلی موجودات زنده از جمله آبزیان به ما کمک می کند. به همین علت تاکنون تحقیقات گسترده ایی توسط پژوهشگران مختلف روی این سلول صورت گرفته است. با این حال مطالعات انجام شده در ارتباط با میزان ATP اسپرم ماهیان نسبتا کم است. این امر تفسیر علت ناموفق بودن پروژه های پرورشی کردن برخی ماهیان را دشوار می کند. در این رابطه باید مطالعات بیشتری در زمینه بررسی میزان ATP اسپرم ماهیان صورت پذیرد. اسپرم به کمک حرکت ضربه ایی تاژک خود شنا می کند. انرژی مورد نیاز برای این حرکت از طریق هیدرولیزATP فراهم می شود.(1).تحرک اسپرم به میزان ATP ذخیره ایی اولیه(2) و میزان ATP سنتز شده در طول فاز تحرک (3) وابسته است. در اکثر ماهیانی که دارای لقاح خارجی هستند،ATP سنتاز قادر به نگهداری نسبت های بالای ATP هیدرولیز شده مورد نیاز در طول حرکت نیست لذا میزان ATP به سرعت کاهش می یابد. این کاهش ATP به موازات کاهش تعداد ضربات تاژکی و سرعت حرکت اسپرم است(2). یک رابطه خطی بین ظرفیت تلقیح اسپرم و پارامترهای اسپرمی از جمله میزان ATP و سرعت حرکت اسپرم وجود دارد(4) آنزیم اصلی تبدیل انرژی شیمیایی گرادیان پروتون در سیستم بیولوژیکی ، ATP سنتتاز است. این آنزیم برای سنتز ATP از ADP و فسفات غیرآلی استفاده می کند ساختمان و عملکرد این آنزیم در گونه های مختلف یکسان است (5) تفاوت قابل توجهی بین گونه ها در مقدار ATPمورد نیاز برای تامین حرکت اسپرم وجود دارد(6). تحقیقی در رابطه با میزان ATP اسپرم ماهی کفال طلایی تاکنون صورت نگرفته است. در این پروژه سعی بر آن داشتیم که میزانATP اسپرم ماهی کفال طلایی را در شرایط مختلف اندازه گیری نماییم.
مواد و روشها:
به منظور بیان میزان ATP برحسب تعداد سلول ، تعداد اسپرم های موجود در یک میلی لیتر از مایع اسپرم اخذ شده از 10 ماهی نر کفال طلایی ، به کمک لام نئوبار و میکروسکوپ نوری (NIKON Y100) مورد شمارش قرار گرفت. در این تحقیق جهت بررسی تاثیر دمای نمونه گیری و میزان ATP اسپرم ماهی ، نمونه گیری در دو دمای ?C 10-12 و18-20 ?C انجام شد . ما در این تحقیق برای اندازه گیری میزان ATP از روش بیولومینوسانس استفاده کردیم بدین شکل که نمونه اسپرم را به نسبت 100/1 در محلول بافر HEPES جوشان مخلوط کرده سپس 50 از آن را با 50 از محلول کیت حساس بیولومینو سانس (Biaffin) در پلیت مخصوص اندازه گیری لومینوسانس با هم مخلوط کرده و سینگالهای لومینوسانس را با استفاده از دستگاه لومینومتر
10-19 mol/well, Germany) × (Lumistar ,BMG labtech GmbH, 5اندازه گیری کرده و سپس میزان ATP هرنمونه را با استفاده از استانداردهای ATP محاسبه کرده و بصورت nmol/108 اسپرم بیان کردیم.
درجه حرارت نگهداری اسپرم ها بر میزان ATP سلول های مذکور تاثیرگذار خواهد بود. لذا جهت بررسی دمای مناسب نگهداری ، اسپرم ها به مدت 6 ساعت در دمای 4 درجه و دمای آزمایشگاه نگهداری و سپس میزان ATP آن ها مورد اندازه گیری قرار گرفت. معمولا برای نگهداری اسپرم از محلول های تداوم بخشExtenders )) استفاده می کنند این محلول ها سبب تداوم و حفظ فعالیت اسپرم ها در دوره نگهداری می شوند. به منظور بررسی بهترین محلول تداوم بخش ، محلول گلیسرول 10 درصد و گلوکز 0.3 مولار ، محلول نمک 0.7 درصد و محلول نمک 0.65 درصد مورد بررسی قرار گرفتند . میزان ATP اسپرم ها در محلول های مذکور پس از نگهداری اسپرم در دمای منفی 15 درجه در زمان های 5 و 10 روز مورد سنجش قرار گرفت.
جهت انجام تحقیق در روز دهم آبان 1384از دریاچه خزر که دمای آب آن 18 تا 20?C و شوری آن 12 تا 13 ppm بود و همچنین در روز 17 آبان 1384 در پی کولاک و کاهش چشمگیردمای هوا از دریاچه خزرکه دمای آب آن 10 تا 12 ?C و شوری آن 12 تا ppm 13
بحث و نتیجه گیری
تحقیقات زیادی در ارتباط با اسپرم ماهی در جهان صورت گرفته است که هر کدام جنبه خاصی را مد نظر قرار داده است. محدودیت ها و مشکلات و عوامل موجب خطا به صورت زیر است : یکی از مشکلات و محدودیت های این پروژه، محدودیت زمانی بود زیرا این پروژه باید در طول فصل تولید مثل ماهی کفال طلایی که دو ماه می باشد انجام می شد هم چنین به علت بروز مشکلات غیرمترقبه در زمان انجام این پروژه ، به اواسط فصل تولیدمثل نزدیک شده در نتیجه اندازه گیری میزان ATP اسپرم ماهی کفال طلایی در دوره های نگهداری کوتاه مدت 5 و 10 روزه انجام شد که در صورت عدم وجود این محدودیت های زمانی ، اندازه گیری میزان ATP اسپرم درحا اطلاعات محدودی در مورد میزان ATP اسپرم ماهی و اثرات فاکتورهای محیطی و شیمیایی و بیوشیمیایی بر آن وجود دارد.
طبق گزارشات Perchec و همکارانش(10 ) در صورت آلوده نشدن اسپرم به ادرار، میزان ATP آن حدود اسپرم و در صورت آلوده شدن به ادرار، میزان ATP آن حدود اسپرم بود. برای اندازه گیری غلظت ATP، لوسیفرین – لوسیفر از ( حل شده در 100mM گلایسین، 20mM Mgso4، PH7/4) را به نمونه افزوده وسیگنالهای بیولومینوسانس را با استفاده از یک دستگاه
لومینومتر Lmax ، 96 چاهکی (Molecular, Devices Sunngvale,CA,USA) اندازه گیری می کنند و میزان ATP هر نمونه را با استفاده از استانداردهای ATP محاسبه می کنند
و بصورت Pmol/108 اسپرم بیان می شود.Ogier وهمکارانش(11)
میزان ATP را با استفاده از روش بیولومینوسانس(اندازه گیری بیولومینوسانس
Kit ClsII, ATP ،Boehringer-Mannheim ) ، پس از استخراج با یک تری کلرواستیک اسید2% ، mM2 EDTA، اندازه گیری کردند و بصورت nmol/108 اسپرم بیان کردند. Perchec و همکارانش (10) میزان ATP را بوسیله روش بیولومینوسانس اندازه گیری کردند به این شکل که اسپرم ماهی کپور معمولی را به نسبت 100/1 در بافر HEPES جوشان تجزیه کرده و سپس با افزودن لوسیفرین – لوسیفراز به اسپرم، سیگنالهای لومینوسانس را به وسیله (Biocounter M2010A Lumac/3M) اندازه گیری کردند و سپس میزان ATP را با استفاده از استانداردهای ATP محاسبه کردن و بصورت nmol/108 اسپرم بیان کرده اند. در مورد تلقیح مصنوعی گاهی نگهداری اسپرم لازم است . مدت زمان تحرک اسپرم نیز متاثر از دمای نگهداری است بطوریکه طبق گزارشات 12)) نگهداری کوتاه مدت (15 دقیقه) اسپرم در دمای ?C 20، مدت زمان تحرکش را کاهش می دهد، آنها همچنین مشاهده کردند که میزان تحرک اسپرم کپور ماهی معمولی پس از 2 ساعت نگهداری در دمای ?C 20 حدود 50% کاهش یافت. نتایج تحقیق این دو همکار نشان داد که امکان نگهداری اسپرم در یخچال (?C 5 ) تا 24 ساعت برای ماهی کپور معمولی و تا 8 ساعت برای ماهی کپور علفخوار بدون کاهش قابل توجه کیفیت اسپرم وجود دارد. در مورد ماهی قزل آلا Oncorhynchus mykiss ، گزارش شده است که سطح ATP و میزان حرکت اسپرم این نوع ماهی بعد از ذوب بطور قابل توجهی کاهش می یابد. ولی Ogier و همکارانش گزارش کردند که اسپرم گربه ماهی اروپایی بدون کاهش سطح ATP خیلی متفاوت عمل می کنند. اسپرم منجمد شده گربه ماهی اروپایی با DMA موجب افزایش قابل توجه سطح ATP اسپرم می شود که این بدین علت است که DMA موجب تحریک مستقیم سنتز ATP می شود که این افزایش سطح ATP در طول فرآیند، احتمالاً یک عامل مهم در تحمل انجماد اسپرم گربه ماهی اروپایی در حالت وجود DMA باشد. ولی نتایج کسب شده از آزمایشات به ما نشان داد که در این تحقیق بهترین تداوم بخش گلیسرول 10% و گلوکز 3M/0 است. ضمنا تحقیق مشابهی در این رابطه یافت نشده است.
اعتماد شما سرمایه ما
دانلود فایل کامل مقاله بررسی فیزیولوژیک تحمل به تنش کم آبی در ژنوتیتهای بهاره کلزا
| دسته بندی | کامپیوتر و IT |
| بازدید ها | 0 |
| فرمت فایل | doc |
| حجم فایل | 13 کیلو بایت |
| تعداد صفحات فایل | 35 |
مقاله بررسی فیزیولوژیک تحمل به تنش کم آبی در ژنوتیتهای بهاره کلزا در 35 صفحه ورد قابل ویرایش
چکیده
به منظور بررسی اثر تنش کمآبی در مرحله رشد زایشی بر صفات زراعی و فیزیولوژیک ژنوتیپ‌های کلزا، آزمایشی به صورت کرت‌های خرد شده در قالب طرح پایه بلوک‌های کامل تصادفی در چهار تکرار در سال 1382 در مزرعه تحقیقاتی مؤسسه تقحیقات اصلاح و تهیه نهال و بذر کرج اجرا شد. در این آزمایش، آبیاری به عنوان عامل اصلی در دو سطح آبیاری معمول براساس 80 میلی تبخیر از تشتک کلاس A (شاهد) و تنش کمآبی (قطع آبیاری از مرحله ساقه‌دهی به بعد تا مرحله بلوغ فیزیولوژیکی) و ژنوتیپ‌های بهاره کلزا به عنوان عامل فرعی در 10 سطح شامل اوگلا، نوزده- اچ، هایولا 401 (کانادا)، هایولا 401 (صفی‌آباد)، هایولا 401 (برازجان)، سین-3، هایولا 420، آپشن 500، هایولا 308 و کوانتوم بودند. نتایج حاصل نشان داد که قطع آبیاری از مرحله ساقه‌دهی به بعد، تأثیر نامطلوبی بر فعالیت‌های رشدی، عملکرد و اجزاء عملکرد داشت. در میان اجزاء عملکرد دانه، کاهش وزن هزار دانه (8 درصد) و به ویژه تعداد دانه در خورجین (3/11 درصد)، بیشترین سهم را در کاهش عملکرد دانه (16 درصد) ژنوتیپ‌های بهاره کلزا در شرایط تنش کمآبی دارا بودند. ژنوتیپ‌ها در شرایط تنش کمآبی میزان آمینواسید پرولین بالاتری در برگ داشتند، در حالی که میزان محتوای نسبی آب برگ و میزان کلروفیل b, a و کل در آنها پایین‌تر بود. کمآبی، نسبت کلروفیل a به b را افزایش داد که این امر ناشی از کاهش بیشتر میزان کلروفیل b نسبت به کلروفیل a بود. میزان پرولین تجمع یافته در برگ در شرایط تنش کمآبی، بیان‌گر میزان خسارت وارده به ژنوتیپ‌ها بوده و ارتباطی با تحمل به تنش نداشت. همچنین، کاهش میزان محتوای نسبی آب برگ در ژنوتیپ‌های حساس به کمآبی بیشتر بود. ژنوتیپ‌هایی که در شرایط تنش کمآبی، محتوای نسبی آب برگ خود را به میزان بالاتری حفظ نمودند، عملکرد دانه بالاتری را تولید نمودند. بر پایه نتایج، این گونه استنباط می‌شود که ژنوتیپ‌های سین- 3، نوزده- 1چ، هایولا 420، هایولا 401 (برازجان) و هایولا 401 (کانادا) با شاخص تحمل به تنش بالاتر نسبت به سایر ژنوتیپ‌های مورد بررسی، سازگاری مناسب‌تری با تنش کمآبی داشتند و توانستند هم در شرایط آبیاری معمول و هم تنش کمآبی، میزان عملکرد دانه بالاتری را تولید نمایند. در مقابل، ژنوتیپ هایولا 308، بیشترین حساسیت را به کم آبی در میان ژنوتیپ‌های مورد بررسی دارا بود.
واژه‌های کلیدی: ژنوتیپ‌های کلزا- عملکرد و اجزای عملکرد- تنش کم آبی- پرولین- کلروفیل- محتوای نسبی آب برگ.
مقدمه
در حدود 40 درصد از اراضی کره زمین در مناطق خشک و نیمه خشک قرار دارند
(Meigs, 1953). در این مناطق، آب محدودیت اصلی بوده و خشکی از جمله مهمترین عوامل القاء کننده تنش در گیاهان زراعی به حساب می‌آید. متأسفانه کمبود آب، تنها به این مناطق محدود نشده و گاهی در سایر نقاط هم توزیع نامنظم باران دوره‌های دشواری را برای رشد گیاه ایجاد می‌نماید. چنین تنشی بر روی عملکرد محصول اثر گذاشته و اغلب باعث ایجاد افت در آن می‌گردد. در شرایط تنش خشکی، پتانسیل آب برگ و مقدار آن نسبی برگ (LRWC) کاهش پیدا کرده و فرآیندهایی نظیر فتوسنتز، توسعه برگ و نیز تراکم و اندازه روزنه‌ها تحت تأثیر قرار می‌گیرند
(Sierts et al., 1987; Sloan et al., 1990).
کاهش رطوبت در مراحل حساس زیستی گیاه، تغییرات و دگرگونی‌هایی را ایجاد می‌نماید. ماهیت دینامیک وضعیت آبی گیاه، در برگیرنده وابستگی اثرات تنش خشکی به عواملی مانند شدت، دوام و زمان تنش در طول انتوژنی و نیز سایر متغیرهای محیطی است که این امر پیچیدگی خاصی را در پاسخ گیاه ایجاد می‌کند (Chavan et al., 1990). بدین ترتیب، مقاومت و یا تحمل خشکی از جنبه‌های فیزیولوژیک و اصلاحی مهم تلقی می‌شود. در این راستا، هدایت روزنه کمتر، توانایی برداشت آب از خاکی با رطوبت کم، حفظ پتانسیل آب و میزان آب نسبی برگ (Blum and Mayer, 1999) از طریق ریشه‌های عمیق و منشعب، تورم مثبت برگ در پتانسیل‌های آبی پایین و فرآیندهای مرتبط با تورم و تجمع امینواسیدهایی همچون پرولین، بتائین و … در گیاه جهت تنظیم اسمزی، جزء ساز و کارهای مهم محسوب می‌گردند (Fukei and Cooper, 1995; Kumar and Singh, 1998; Niknam and Turner, 1999).
زراعت کلزا در میان دانه‌های روغنی، با توجه به شرایط آب و هوایی ایران پدیده‌ای جدید به شمار آمده و نقطه امیدی برای تأمین روغن مورد نیز محسوب می‌شود (بی‌نام، 1377). دانه‌های کلزا دارای درصد قابل توجهی روغن (45- 40 درصد) بوده و منبع با ارزش برای تأمین روغن خوراکی و نیز مصارف صنعتی می‌باشد. همچنین، پس از استخراج روغن، کنجاله آن از 26 تا 44 درصد پروتئین به طور معمول برخوردار است. کلزا نیز همانند بسیاری از گیاهان زراعی روغنی از تنش کمآبی متأثر می‌شود و بسته به وضعیت آبی در مراحل ویژه‌ای از فنولوژی خود به ویژه دوره رشد زایشی، کمیت و کیفیتش تحت تأثیر قرار می‌گیرد. علت این امر به احتمال زیاد تغییر در تظاهر ژن‌های کنترل کننده صفات کیفی دانه می‌باشد (Strocher et al., 1995). در بررسی تیمارهای تنش خشکی (تنش در ابتدای رشد رویشی، اواخر رشد رویشی، مرحله گل‌دهی) بر روی ارقام کلزا مشاهده شد که تنش خشکی به طور معنی‌داری تعداد خورجین در هر گیاه، تعداد دانه در هر خورجین و عملکرد دانه را کاهش داد. کاهش عملکرد دانه عمدتاً از طریق کاهش تعداد خورجین در گیاه و بذر در هر خورجین بود. کمترین تعداد خورجین و دانه در خورجین مربوط به گیاهان تنش دیده در مرحله گل‌دهی بود. کاهش وزن دانه نیز در تیمارهای تنش خشکی اعمال شده در اواخر دوره رشد بیشتر بود. کاهش سطح برگ نیز فقط در تیمارهای تنش در اواخر رشد رویشی و گل‌دهی مشاهده شد. در بررسی پایداری غشاء سلولی در شرایط خشکی مشاهده شد که این عامل نسبت به گیاهان شاهد بالاتر است. این افزایش به نظر می‌رسد که یک نوع مکانیزم سازگاری جهت تحمل به تنش خشکی در کلزا باشد. درجه حرارت برگ نیز در گیاهان تنش دیده 1 تا 2 درجه سانتیگراد نسبت به شاهد بالاتر بود. درجه حرارت بالاتر برگ، نشانه هدایت روزنه‌ای پایین‌تر و تبادل گازی کمتر در برگ کلزا می‌باشد. کاهش عمکلرد دانه مربوط به کاهش در هدایت روزنه‌ای و فتوسنتز برگ بود. به نظر می‌رسد که تنش خشکی به مدت 4 تا 5 روز در طی رشد رویشی برای عملکرد دانه کلزا کمتر مضر باشد چون گیاهان تا حد زیادی بهبود می‌یابند. در مقابل، تنش خشکی دیرهنگام، به دلیل عدم بهبود کافی منجر به کاهش بیشتر عملکرد دانه می‌شود (Hashem et al., 1998). پتانسیل عملکرد دانه در کلزا در هنگام اعمال تنش خشکی و تنش‌های حرارتی بالا به هنگام دوره گل‌دهی و مراحل قبل از آن نسبت به دیگر مراحل رشدی، کاهش بیشتری می‌یابد. در کلزا، دوره رشد زایشی (اواخر تشکیل جوانه تا ابتدای تشکیل بذر)، حساس‌ترین مرحله به تنش آبی و درجه حرارت بالا است. کلزا عادت رشدی نامحدودی داشته و می‌تواند در شرایط تنش خشکی به طور ذاتی بهبود یابد. این بهبود از طریق افزایش شاخه‌دهی و افزایش کارایی خورجین‌های باقی مانده صورت می‌گیرد. در بررسی اثر تیمارهای حرارتی و رطوبتی (تنش آبی بالا، آبیاری تا 50 درصد آب موجود خاک و تنش آبی ملایم، آبیاری
نتایج و بحث
نتایج تجزیه واریانس میزان پرولین در برگ نشان داد که بین سطوح آبیاری، ارقام و اثر متقابل آنها، اختلاف معنی‌داری در سطح یک درصد آماری وجود داشت (جدول 2). آمینواسید پرولین در شرایط آبیاری معمول نیز در برگهای کلزا مشاهده گردید ولی در شرایط تنش کمآبی میزان آن در برگها افزایش یافت. نتایج مقایسه میانگین سطوح آبیاری نشان داد که تنش کمآبی اعمال شده در دوره رشد زایشی در کلزا سبب افزایش میزان پرولین در برگ از میزان 980/11 میکرومول در گرم وزن تر برگ در شرایط آبیاری معمول به میزان 593/90 میکرومول در گرم وزن تر برگ گردید. در مقایسه ژنوتیپ‌ها، بیشترین میزان پرولین در برگ با میانگین 40/121 میکرومول در گرم وزن تر برگ مربوط به رقم هایولا 308 و کمترین میزان آن با میانگین 15/19، 39/19 و 19/78 میکرومول در گرم وزن تر برگ به ترتیب به ارقام آپشن 500، هایولا 401 (کانادا) و هایولا 401 (صفی‌آباد) تعلق داشت (جدول 3). نتایج مقایسه میانگین اثر متقابل آبیاری و رقم نیز نشان داد که بیشترین میزان پرولین در برگ با میانگین 10/225 میکرومول در گرم وزن تر برگ مربوط به رقم هایولا 308 در شرایط تنش کم آبی و کمترین میزان آن با میانگین 436/6 میکرومول در گرم وزن تر برگ مربوط به رقم هایولا 401 (صفی آباد) در شرایط آبیاری معمول بود. همچنین، بیشترین میزان پرولین در برگ در شرایط آبیاری معمول با میانگین 93/20 میکرومول در گرم وزن تر برگ مربوط به رقم هایولا 420 بود. کمترین میزان پرولین در شرایط تنش کم آبی نیز با میانگین 23/24 و 49/24 میکرومول در گرم وزن تر برگ به ترتیب به ارقام هایولا 401 (کانادا) و آپشن 500 تعلق داشت (جدول 4). تجمع بیشتر آمینواسید پرولین در شرایط تنش کمآبی، توسط پژوهشگران زیادی گزارش گردیده است(Girousse et al., 1996; Voleti et al., 1998). اشرف و محمود (1990) نیز با اعمال تنش آبی 24 ساعته و انجام آبیاری به مدت 2 الی 4 ساعت در گونه‌های کلزا مشاهده کردند که در تمامی گونه‌ها، ساخت آمینواسید پرولین در شرایط تنش تحریک و افزایش می‌یابد. همچنین مشخص شد که تنظیم اسمزی (OA)، مکانیزم احتمالی تحمل به خشکی از طریق ترکیبات ایجاد کننده فشار اسمزی مانند پرولین در گونه‌های جنس براسیکا باشد (Ashraf and Mehmood, 1990). تجمع این ترکیبات در سلول‌های گیاه باعث ایجاد پتانسیل اسمزی منفی‌تر گردیده و در نتیجه، گیاه به منظور جبران آب سلولی، فشار اسمزی سیتوپلاسم را افزایش داده و از طریق تنظیم اسمزی (OA)، با تنش مقابله می‌کند (Aspinall, 1990). نظرات مختلفی در رابطه با افزایش میزان تولید پرولین به عنوان یک عامل جهت ایجاد مقاومت به خشکی و تحمل به تنش مطرح شده است. ارتباط میان این دو پارامتر هنوز در حال بررسی است. در این بررسی به نظر می‌رسد که تجمع پرولین آزاد در برگها ارتباطی با مقاومت به کم آبی یا تحمل به تنش ندارد. بلکه میزان انباشت آن در برگها، میزان خسارت وارده از تنش را نشان می‌دهد. دیپاک و واتال (1995) نیز در آزمایشات گلخانه‌ای خود به منظور بررسی اثر رژیم‌های مختلف رطوبتی خاک بر روی فاکتورهای متابولیکی در رابطه با عملکرد کلزا در زمان گل‌دهی نشان دادند که میزان یون نیترات و اسید آمینه پرولین در برگها در شرایط تنش کم آبی افزایش می‌یابد. همچنین در این آزمایش مشاهده شد که تجمع پرولین، میزان خسارت وارده از تنش را نشان داده و میزان انباشت آن ارتباطی با تحمل به تنش نداشت (Deepak and Wattal, 1995). همچنین، نتایج حاصل از این تحقیق نشان داد که بین سطوح آبیاری و ارقام، اختلاف معنی‌داری در سطح یک درصد از نظر میزان کلروفیل a، b و کل وجود داشت در حالی که اثر متقابل آبیاری و رقم از نظر میزان کلروفیل b, a و کل معنی‌دار نبود (جدول 2). تنش آبی اعمال شده، سبب کاهش میزان کلروفیل a از 29437/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ در شرایط آبیاری معمول به میزان 25847/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ و همچنین، کاهش کلروفیل b و کل به ترتیب از میزان 14085/0 و 43579/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ در شرایط آبیاری معمول به میزان 09858/0 و 35699/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ گردید. در مقایسه ژنوتیپ‌ها، بیشترین میزان کلروفیل a با میانگین 3450/0 میلی‌گرم و همچنین، بیشترین میزان کلروفیل b و کل به ترتیب با میانگین 1427/0 و 4688/0 میلی‌گرم در وزن تر برگ مربوط به رقم نوزده- اچ بود. کمترین میزان کلروفیل a نیز به ترتیب با میانگین 2470/0، 2473/0، 2525/0، 2580/0، 2621/0 و 2747/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به ارقام سین- 3، هایولا 401 (کانادا)، آپشن 500، هایولا 401 (برازجان)، اوگلا و هایولا 401 (صفی‌آباد) تعلق داشت. کمترین میزان کلروفیل b و کل به ترتیب با میانگین 09008/0 و 3375/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ مربوط به رقم هایولا 401 (صفی آباد) بود. نتایج مقایسه میانگین اثر متقابل آبیاری و رقم نیز نشان داد که بیشترین میزان کلروفیل a با میانگین 3622/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ مربوط به رقم هایولا 420 در شرایط آبیاری معمول و کمترین میزان آن با میانگین 2185/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به رقم هایولا 401 (کانادا) در شرایط تنش کمآبی تعلق داشت. بیشترین میزان کلروفیل a نیز در شرایط تنش آبی با میانگین 3279/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به رقم هایولا 420 تعلق داشت. بیشترین میزان کلروفیل b نیز در شرایط تنش کمآبی به ترتیب با میانگین 1222/0 و 1180/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به ارقام هایولا 420 و نوزده- اچ تعلق داشت (جداول 3 و 4). همچنین، بیشترین میزان کلروفیل کل با میانگین 1543/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به رقم نوزده-اچ در شرایط آبیاری معمول و کمترین میزان آن نیز با میانگین 2981/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به رقم هایولا 401 (کانادا) در شرایط تنش کم آبی تعلق داشت. رقم هایولا 420 نیز بیشترین میزان کلروفیل کل را در شرایط تنش کم آبی با میانگین 4449/0 میلی‌گرم در گرم وزن تر برگ به خود اختصاص داد. (جدول 4). به نظر می‌رسد که دلیل کاهش میزان کلروفیل در شرایط تنش کم آبی، افزایش تخریب این رنگیزه‌ها و یا کاهش سخت آنها و همچنین، اختلال در فعالیت آنزیم‌های مسؤول سنتز رنگدانه‌های فتوسنتزی باشد (Voleti et al., 1998). دوا و همکاران (1994) نیز به منظور بررسی اثرتنش‌آبی برروی کلزا مشاهده کردند، وقتی پتانسیل آب خاک به 5/1-مگا پاسکال رسید، به واسطه افزایش فعالیت هورمون ABA، روزنه‌ها بسته شده.
اعتماد شما سرمایه ما